Nature | 从“清髓”到“精准换血”：表位编辑如何重构造血干细胞移植逻辑

移植最棘手的环节，可能发生在细胞输注之前

造血干细胞与祖细胞移植（haematopoietic stem/progenitor cell transplantation，HSPC transplantation）已经用于白血病、免疫缺陷、骨髓衰竭以及多种遗传性血液病。美国每年接受异基因造血干细胞移植（allogeneic HSCT）的人数超过8000例，自体移植数量还要更多。

然而，移植并不是简单地把新细胞输回体内。患者骨髓中的造血生态位已经被原有细胞占据，必须先进行预处理（conditioning），减少宿主造血干细胞，并在异基因移植中抑制免疫排斥。

目前常用的清髓方案依赖白消安等化疗药物或放射治疗。这些方法有效，却缺乏细胞选择性。肺、肝、肾和神经系统可能受损；骨髓抑制可引发感染、贫血和出血；长期生存者还要面对内分泌异常、不育和继发恶性肿瘤。即使移植后生存超过5年，其死亡风险仍可达到普通人群的4至9倍。

因此，造血干细胞治疗的一个核心矛盾是：要让新细胞进入，必须清除旧细胞；但清除旧细胞的过程，本身可能比基因编辑更具系统性伤害。

抗体可以精准“清场”，为什么还不能替代化疗？

KIT，又称CD117，是造血干细胞表面的重要受体。干细胞因子（stem cell factor，SCF）与KIT结合后，可以维持造血干细胞的存活、增殖和分化。

针对KIT的单克隆抗体（monoclonal antibody，mAb）能够阻断SCF–KIT信号，优先抑制或清除KIT阳性的造血细胞。与化疗相比，这种方法的靶向性更强，也有望减少多器官毒性和炎症反应。

但问题随即出现：患者原有的造血干细胞表达KIT，准备移植的新造血干细胞同样表达KIT。

如果抗体在体内尚未清除，新输入的细胞也会成为攻击对象。研究人员只能等待抗体浓度下降后再移植，而等待期间，骨髓生态位可能被残留宿主细胞重新占据。抗体作用时间越长，宿主细胞清除越充分；但新细胞受到攻击的风险也越高。

能否让抗体继续攻击原有细胞，却识别不了治疗性细胞？

这正是表位编辑要解决的问题。

不删除KIT，只修改抗体看到的那一小块区域

表位（epitope）是抗体在靶蛋白上识别的局部结构。研究人员没有敲除整个KIT基因，而是改变KIT胞外结构域中的少数氨基酸，使抗体无法结合，同时尽可能保留KIT与SCF的正常相互作用。

这是一项边界非常严格的工程：改动过小，抗体仍能识别；改动过大，则可能破坏KIT功能，损害造血干细胞的长期重建能力。

研究首先针对Fab-79D抗体，在KIT第378位将组氨酸替换为精氨酸，即构建KIT^H378R。利用腺嘌呤碱基编辑（adenine base editing，ABE），研究人员可以在不造成DNA双链断裂的情况下完成这一替换。

编辑后的细胞失去了Fab-79D的识别位点，但仍表达KIT，并保留造血干细胞的表型、扩增和分化能力。换言之，细胞并不是关闭了KIT，而只是改变了抗体识别KIT的方式。

这种设计带来一个关键优势：抗体的选择压力不再平均作用于全部细胞，而是优先清除未完成表位编辑的细胞。

一次操作，既获得抗体抗性，也完成疾病治疗

仅让细胞躲过抗体还不够。对于镰状细胞病（sickle cell disease，SCD）和β-地中海贫血（β-thalassaemia），移植细胞还需要完成治疗性编辑。

研究人员因此同时编辑了两个系统。

第一项编辑发生在KIT，使细胞获得对抗KIT抗体的抵抗能力；第二项编辑发生在BCL11A红系增强子（erythroid enhancer），解除其对胎儿血红蛋白（fetal haemoglobin，HbF）的抑制。

HbF能够减少镰状血红蛋白（HbS）聚合，并缓解β珠蛋白不足带来的影响。临床研究普遍提示，β血红蛋白病通常需要超过20%的有效造血纠正，才能获得稳定治疗获益。这意味着，编辑成功率不只是一个实验室指标，还决定了治疗细胞能否跨过有效阈值。

在CD34阳性HSPC中，研究人员同时编辑KIT^H378R、BCL11A +58和BCL11A +55三个位置，编辑率分别达到约78%、72%和74%。单细胞分析显示，三个位置的双等位基因编辑比例分别为78%、62%和68%。

更重要的是，这些编辑并非随机分散在不同细胞中，而是经常共同出现在同一个细胞内。因此，当抗体选择KIT编辑细胞时，与其共存的BCL11A治疗性编辑也会同步富集。

抗体由此不再只是预处理工具，也成为一种体内细胞筛选工具。

给药总量相同，拉长时间反而筛得更彻底

研究人员将完成KIT和BCL11A多重编辑的细胞，与对照细胞共同移植到小鼠体内，随后使用相同累计剂量的Fab-79D，但采用三种给药节奏：隔日给药、每5天给药一次，以及每10天给药一次。

在未使用抗体的小鼠中，多重编辑细胞约占人源造血细胞的21.38%。隔日给药后，这一比例上升至37.03%；每5天给药一次时达到64.54%；每10天给药一次时进一步达到71.48%。

也就是说，在累计抗体剂量相近的情况下，延长选择时间比短时间密集给药获得了更明显的富集。

这并不意味着给药越稀疏越好，而是提示选择过程取决于抗体暴露时间、细胞更新速度和KIT表达水平。髓系细胞和红系细胞更新较快、对KIT信号依赖较强，因此富集更明显；成熟淋巴细胞逐渐降低KIT表达，选择效应相对滞后。

这一结果也提醒我们：体内细胞选择不是简单的“杀死或存活”，而是一个由细胞谱系、受体表达和时间共同决定的动态过程。

细胞被筛选后，会不会只剩少数克隆？

任何能够显著扩增特定细胞群的技术，都要面对一个问题：是否可能造成克隆优势，甚至让少数异常克隆占据整个造血系统？

研究人员为不同细胞植入由28个碱基组成的遗传条形码（genetic barcode），再通过测序追踪各个造血克隆。

在未编辑细胞中，抗体处理使髓系细胞条形码数量从1301±537下降至632±91，未分化CD34阳性细胞的条形码数量从505±127下降至252±65。这符合抗体清除未受保护细胞的预期。

而在完成KIT表位编辑的细胞中，条形码数量、Shannon多样性指数和克隆均匀度均未出现明显下降。富集并不是因为某个编辑克隆获得了永久性增殖优势，而是因为未编辑细胞在抗体压力下逐渐减少。

这种优势来自外部施加的选择压力，并且在停药后消失。它与驱动基因突变造成的持续性克隆扩张并不相同。

抗体还没有代谢完，移植细胞已经可以进入

当前抗体预处理方案通常要求等待药物浓度下降，再输入供者细胞。研究人员则反向测试了一个更严苛的场景：在抗体仍处于有效浓度时进行移植。

在序贯移植实验中，第一批未编辑造血细胞经过Fab-79D处理后减少了72.2%。随后输入KIT^H378R编辑细胞，其植入细胞数达到约286万；输入不具备抗体抗性的对照细胞时，仅约39万。

移植物的组成也发生逆转：原先约90%的细胞来自第一批移植物，处理后约95%的细胞不再来自第一批移植物。

这意味着，表位编辑有可能取消漫长的抗体清除等待期。移植可以发生在宿主造血细胞清除最充分、骨髓空间最开放的阶段，甚至可以在移植后继续使用抗体，进一步富集治疗性细胞。

更强的抗体，需要更坚固的“保护位点”

Fab-79D证明了原理，但研究人员还测试了亲和力更高的SR-1抗体。SR-1抑制CD34阳性HSPC生长的半数有效浓度约为0.098 ng/μl，而Fab-79D为1.824 ng/μl，前者强度高出十倍以上。

研究人员锁定了KIT第121位和第123位两个候选位点。S123P可通过碱基编辑获得约75%的编辑效率，但在高浓度SR-1下仍有残余抗体结合，编辑细胞也会受到损失。

相比之下，D121L几乎完全消除了SR-1识别，同时保留SCF结合和下游信号。由于这一变化无法由常规腺嘌呤或胞嘧啶碱基编辑直接完成，研究人员改用先导编辑（prime editing，PE）。

优化后，KIT^D121L编辑率最高约55%，BCL11A编辑率最高约75%。即使在高浓度SR-1下，KIT^D121L细胞仍表现出更稳定的保护。

在模拟造血系统替换的实验中，小鼠先建立第一批人源造血系统，接受两次SR-1后，仅间隔12小时便输入第二批细胞。未进行KIT编辑的细胞几乎无法植入；同时完成KIT^D121L和BCL11A编辑的细胞则能够建立多谱系造血，并几乎完全替代第一批移植物。

在患者来源细胞中，治疗性编辑被显著放大

研究最终使用镰状细胞病患者来源的CD34阳性HSPC进行验证，并将编辑细胞与未编辑细胞混合，以模拟移植后治疗性细胞比例较低的情况。

在未加抗体时，三重碱基编辑中的KIT、BCL11A +58和BCL11A +55编辑率分别只有22%、22.7%和24.5%。抗体选择后，三者分别升至83.6%、76.5%和84.5%。

先导编辑也表现出类似趋势：KIT和BCL11A编辑率由4.4%和7.5%，提升至60.8%和59.75%。

随着治疗性编辑富集，红系细胞中的HbF升高，HbS相应下降。抗体筛选并没有直接修改更多DNA，而是改变了编辑细胞与未编辑细胞之间的比例。

这可能是该策略最具启发性的部分：未来提高基因治疗效果，不一定只能依赖更高的初始编辑率，也可以通过体内选择，持续放大已经编辑成功的细胞。

效率越高，并不自动意味着风险越低

这项研究仍属于临床前研究，实验主要基于体外培养、患者来源细胞和免疫缺陷小鼠。距离临床应用，最大的挑战之一仍然是基因组安全性。

在KIT位点，PE2产生的插入缺失（insertion and deletion，indel）比例很低：HSPC中约0.02%，红系后代中约0.013%。采用效率更高的PE3后，比例上升至4.06%和2.05%。

BCL11A位点的情况更值得警惕。PE3在HSPC和红系后代中的indel比例分别最高达到44.8%和25.2%，明显高于PE2的5.28%和1.51%。虽然BCL11A增强子发生indel本身可能有助于解除HbF抑制，但高比例非预期产物仍会增加质量控制难度。

研究还发现，碱基编辑在部分BCL11A脱靶位点产生了可检测的脱氨反应；PE3多重编辑则出现了低频KIT–BCL11A染色体易位。其频率约为每1000个二倍体基因组0.13至0.16次，低于Cas9核酸酶方案的0.98至1.16次，但高于部分未编辑或PE2对照。

因此，这项工作不是在证明“无风险编辑”，而是在展示一个需要继续优化的风险—收益框架：降低预处理毒性的同时，必须严格控制多重编辑带来的indel、脱靶和染色体重排。

被重新设计的，不只是一个KIT位点

表位编辑的价值并不局限于某个抗体或某种血液病。

它提出了一种模块化治疗结构：一个编辑负责治疗疾病，另一个编辑负责赋予细胞对选择药物的抵抗力；外部抗体则同时承担宿主细胞清除和治疗细胞富集。

对于只需部分造血纠正即可获益的疾病，例如部分遗传性免疫缺陷、骨髓衰竭综合征和血红蛋白病，这种设计尤其值得关注。未来还可能将表位编辑与抗体偶联药物（antibody–drug conjugate，ADC）、嵌合抗原受体T细胞（CAR-T cell）或双特异性抗体结合。

但最值得关注的问题并不是“化疗是否会立刻被替代”，而是：当细胞可以被设计成对某种选择压力具有可控抵抗力后，基因治疗是否还需要在体外一次性完成全部目标？

这项研究给出的答案是，治疗性细胞或许可以先进入体内，再借助短暂、可调节的免疫选择逐步占据优势。倘若这一逻辑能够在更大型、免疫系统完整的动物模型和临床试验中成立，造血干细胞移植的核心流程可能发生变化——从依靠广泛毒性清除骨髓，转向利用细胞身份差异完成定向替换。